Summary
Sitotoksik kemoterapi pek çok kanser türünün tedavisinde etkili bir yöntem olmasına rağmen organizmada sayısız yan etkilere neden olmaktadır. İnfertilite de kemoterapötik ilaçların hem erkek hem de dişilerde meydana getirdiği en önemli yan etkilerden biridir. Cinsel isteksizlik, oligo-, azoo-, astenozoo- ve teratozoo-spermi, testiküler yapı, spermatogenesis ve steroidogenesisteki bozukluklar, gonadotropin düzeylerindeki değişiklikler, sperm DNA ve kromozomlarındaki hasarlar ve hatta tam sterilite hem kanserli erkekler hem de sağlıklı deney hayvanlarında bildirilen kemoterapi kaynaklı yan etkilerdir. Kemoterapötiklerin erkeklerdeki gonadotoksik etkilerinin önlenmesine yönelik hormon ve antioksidan uygulamalar ile sperma ve germ hücrelerinin dondurularak saklanması gibi birtakım yöntemler kullanılmaktadır. Bu derlemede kanser tedavisinde yaygın olarak kullanılan kemoterapötiklerin kanserli ve sağlıklı erkeklerin üreme organ, doku ve hücrelerinde meydana getirdiği yan etkiler ve bu etkilerin azaltılması veya önlenmesine yönelik koruyucu stratejiler ile ilgili literatür bilgiler sunulmaktadır.Introduction
Kanser, vücuttaki dokulardan birine ait bir veya birkaç hücrenin normal özelliklerinin dışında bir değişim göstermesi ve kontrolsüz çoğalması ile meydana gelen ve genellikle tümör (kitle) meydana gelmesine sebep olan, çağımızın en önemli hastalıklarından birisidir[1]. Hücre içerisinde tümör supresör genlerin (p53, v.b.) mutatik inaktivasyonu ve bölünmeyi kontrol eden genlerin mutasyonu (onkogenlerin aktivasyonu) gibi bir dizi genetik değişiklikler sonucu kanser şekillenmektedir[2]. Halen kesin bir tedavisi bulunmamakla birlikte çeşitli kemoterapötik (antikanser) ilaçlar tedaviye yönelik olarak kullanılmaktadır. Kemoterapi, özellikle çoğalan hücrelere karşı seçici öldürücü etkileri olan, doğal veya sentetik kimyasal, biyolojik ajanlar ve hormonlarla yapılan tedavi şeklidir. 1960’lı yıllara kadar kemoterapi palyatif amaçla, bazı klinik bulguların azaltılması ve hastanın yaşamını biraz daha uzatmak amacıyla kullanılmıştır. Ancak 1960’lı yıllardan itibaren hücre kinetiği bilgileri ve kinetik kavramları kemoterapi protokollerinde uygulanmaya başlanılmıştır. Hücre kinetiği hakkında bilgiler arttıkça yeni ilaçlar laboratuvarlarda antikanser aktiviteleri açısından araştırılmaya başlanmıştır[3].Kemoterapötik ajanlar (Tablo 1) en fazla hücreler proliferatif dönemde iken etkilidirler. Kanserli (neoplastik) hücrelerin normal hücrelere göre hızlı büyümesi ve çoğalması nedeniyle çoğu kemoterapötik ilaç bu tür özellik taşıyan hücrelerin tahrip edilmesi için geliştirilmiştir. Ancak bazı normal hücrelerde de benzer özellikler bulunmakta ve bu hücreler de kemoterapiyle doğrudan etkilenmektedir. Bu etkilenmeler yan etkileri de doğurmaktadır. Bu nedenle yan etkiler daha çok kan hücreleri, gastrointestinal sistemdeki hücreler, kıl follikülleri ve spermler gibi hızlı bölünebilen hücreler üzerinden olmaktadır. Bunun dışında bazı kemoterapötikler kalp, böbrekler, mesane, akciğerler ve sinir sistemi organları gibi hayati organlar üzerinde de olumsuz etkiler oluşturabilmektedir[4-7].
TABLO 1: Kimyasal yapılarına göre kemoterapötik ajanların sınıflandırılması [van der Kaaij ve ark.[101]’nın çalışmasından uyarlanmıştır].
İnfertilite evli çiftlerin %15’ini etkileyebilmektedir. Bu oranın yarısını ise erkeğe bağlı infertilite oluşturmaktadır[8]. Erkek faktörlü infertilite 1-4 hafta aralıklarla alınan iki ejakülattan en az birinde sperm motilitesi, sayısı ve morfolojisi gibi parametrelerden birindeki değişiklik olarak tanımlanmaktadır[9]. Öte yandan kemoterapi alan evli çiftlerde ise uygulama bittikten sonra görülen infertilite oranı %15-30’lara kadar çıkmaktadır[10-12]. Kemoterapötikler kanserli olmayan normal doku ve hücrelerde de çeşitli düzeylerde yan etkilere sahip olduğu için erkek infertilitesi hatta sterilitesi kemoterapötik ilaçların üreme sisteminde meydana getirdiği olumsuz faktörlerden biridir[5,7,12]. Spermatogenesisteki aksaklıklar, sperm kalite parametrelerindeki bozukluklar, ejakülasyon bozukluğu, hipotalamus- hipofiz-gonad eksenindeki fonksiyon bozukluğu, cinsel işlev bozukluğu gibi olumsuz durumlar kemoterapötiklerin üreme sisteminde meydana getirdiği yan etkiler arasında gösterilmektedir[6,7,12-17]. Testisteki Leydig ve Sertoli hücreleri kısmen kemoterapötiklere dirençli iken, germinal epitelyum bu ilaçlara son derece duyarlıdır. Ancak kullanılan kemoterapi protokolünün ilaç sayısı, dozları ve uygulama sürelerine bağlı olmakla birlikte, eğer germinal epitelyumdaki kök hücreler sağlam kalırsa, tedavinin sonlandırılmasından sonra belli zaman periyodunda spermatogenesis geriye dönebilmektedir[5,7,12,18].
Kanserli insan ve hayvanlarda yapılan pek çok çalışmada hormon uygulamalarının[7,12,14], sperm[7,12,19] ve testiküler doku kriyoprezervasyonunun[7], testiküler biyopsi aracılığıyla in vitro spermatogenesisin[7,12], testis transplantasyonunun[7] ve çeşitli antioksidan maddeleri[20] ihtiva eden tamamlayıcı ve alternatif uygulamaların kemoterapiden önce ya da kemoterapi esnasında ilaçların erkek üreme sistemindeki yan etkilerinin azaltılması veya önlenmesinde etkili olduğu belirtilmektedir. Öte yandan farklı yapıdaki kemoterapötiklerin sağlıklı erkeklerin üreme sistemindeki yan etkilerini tespit etmek ve bu olumsuz etkilere karşı koruyucu önlemler almak amacıyla sayısız in vivo ve in vitro çalışma yapılmış ve halen de yapılmaktadır. Bu çalışmaların pek çoğunda kemoterapötiklerin genellikle oksidatif stresle ilişkili veya ilişkisiz DNA hasarı oluşturma mekanizmasıyla erkek üreme sisteminde yan etkilere sebep olduğu, dolayısıyla da farklı yapıdaki birçok antioksidan maddenin koruyucu rollere sahip olduğu bildirilmektedir[21-27]. Bu derlemede de kanser tedavisinde yaygın olarak kullanılan kemoterapötiklerin kanserli ve sağlıklı erkeklerin üreme organ, doku ve hücrelerinde meydana getirdiği muhtemel yan etkiler ve bu etkilerin azaltılması veya önlenmesine yönelik koruyucu stratejiler ile ilgili literatür bilgiler sunulmaktadır.
KEMOTERAPÖTİKLERİN ERKEK ÜREME SİSTEMİ
ÜZERİNDEKİ YAN ETKİ MEKANİZMASI
Testisteki spermatogenik hücrelerin yüksek mitotik aktiviteye
sahip olmaları ve kemoterapötik ajanların da daha çok hızlı
proliferasyon gösteren hücrelerde toksik yan etki göstermelerinden
dolayı, bu ajanların reprodüktif sistem üzerindeki etkilerini
anlayabilmek için öncelikle spermatogenesisin farklı
aşamalarının ve bu aşamalarda şekillenen hücre tiplerinin normal
fizyolojik yapılarının iyi bilinmesi gereklidir.
Spermatogenesis köken spermatogoniadan yaklaşık saniyede
1000 olgun spermatozoanın meydana geldiği[28], spermatositogenesis,
meyosis ve spermiyogenesis aşamalarından ibaret
birtakım hücre bölünmeleri ve farklılaşmalarını içeren aktif ve
sürekli yenilenebilir bir süreçtir (Şekil 1). Spermatositogenesis
sonucu spermatogoniadan spermatositler; meyosis sonucu
spermatositlerden spermatidler ve spermiyogenesis sonucu
da spermatidlerden olgun spermler şekillenmektedir[29]. Öte
yandan gelişim düzenine göre spermatogonia; köken, proliferatif
(çoğalabilen) ve farklılaşan hücreler olmak üzere 3 sınıfa
da ayrılabilmektedir. Kemoterapötiklerin erkek üreme sistemi
üzerindeki yan etki mekanizması kesin olarak bilinmemekle
birlikte spermatogenik hücrelerde doğrudan[17,30,31] ve/
veya oksidatif stresle ilişkili olarak dolaylı[20,32,33] meydana
gelen kromatin ve DNA hasarı ile steroidogenesisteki aksaklıklar
genellikle sorumlu tutulmaktadır.
ŞEKİL 1: Spermatogenesisin aşamaları ve hücre tipleri [Meistrich[16]’dan uyarlanmıştır].
Kemoterapötiklerin doğrudan yan etki mekanizması
Kemoterapötikler hızlı proliferasyon ve farklılaşma yeteneğindeki
sağlıklı hücreler üzerinde primer yan etkiye sahip olduklarından
dolayı sitotoksik kemoterapi doğrudan gonadal hasara neden olmakta
ve bu hasarın derecesi de ilacın veriliş şekline, dozuna ve
hastanın yaşına bağlı olarak değişebilmektedir. Kemoterapiye radyoterapi
de eklendiğinde, düşük dozlarda bile spermatogenesis
çok ciddi oranlarda etkilenmektedir. Köken spermatogoniumlar
çoğalma ve farklılaşma göstermediklerinden dolayı proliferatif ve
farklılaşan hücrelere göre kemoterapinin doğrudan etkilerine karşı
genellikle daha dirençlidirler. Ancak proliferasyon ve farklılaşma
gösteren spermatogoniumlar, spermatositler ve spermatidler ise
kemoterapinin doğrudan etkilerine çok daha hassas olduklarından
kemoterapötiklerle tedaviye başladıktan yaklaşık 4-6 hafta
sonra fertilite potansiyeli düşmektedir (Şekil 2)[7,14]. Sperm
DNA’sı normal somatik hücre DNA’sına göre daha sıkı (condense)
bir yapıya[34] sahip olmasına rağmen yine de pek çok olumsuz
faktörden doğrudan ve/veya dolaylı olarak etkilenebilmektedir[32]. Kemoterapötik ajanlar proliferatif ve özellikle de farklılaşma
safhasına geçmiş spermatogenik hücrelerin DNA metilasyon profili[17], kromatin yapısı, spermlerin baş kısmındaki basit[30] ve
çekirdek matriks proteinleri[31] ile protamin ve histonların yapılarında
olumsuz değişiklikler[35], spermatozoal dekondensasyon
süresinde aksamalar[36], kromozomlarda anöploidiler[19] ve iğ
ipliklerinde kırılmalar[35] gibi doğrudan DNA ve kromatin hasarları
oluşturarak erkek üreme sisteminde yan etkiler meydana
getirmektedirler.
ŞEKİL 2: Kemoterapötik ajanların insanlardaki farklı spermatogenik hücreler ve ejaküle edilmiş spermatozoa üzerindeki etkilerinin şematik gösterimi [Meistrich[16]’in çalışmasından uyarlanmıştır].
Kemoterapötiklerin oksidatif stresle ilişkili dolaylı yan etki
mekanizması
Oksijen canlılar için hayati önem taşıyan bir molekül olup hücrede
enerji üretim süreçlerinde kullanılmaktadır. Normal metabolizma
esnasında kullanılan oksijen serbest oksijen radikalleri
üretiminde de artışa neden olabilmektedir. Serbest oksijen
radikalleri bir veya daha fazla eşleşmemiş elektron içeren ve
biyomoleküllerle karşılaştıklarında onların yapısını oksidatif
olarak değiştirebilme kapasitesine sahip yüksek derecede reaktif
moleküllerin bir grubudur. Bu radikaller; singlet oksijen
(1O2), süperoksit radikali (O2-•), hidroksil radikali (OH•) ve
hidrojen peroksit (H2O2) gibi reaktif oksijen türleri (ROS) ile
nitrik oksit (NO•) ve nitrojen dioksit (NO2•) gibi reaktif nitrojen
türlerinden oluşmaktadır[37]. Organizmanın bütün hücre,
doku, organ ve sistemlerinde serbest radikallerin oluşum hızı
ile bunların enzimatik [Glutatyon-peroksidaz (GSH-Px), süperoksit
dismutaz (SOD), katalaz] ve enzimatik olmayan
[Glutatyon (GSH), vitamin A, E, C ve selenyum gibi] antioksidanlar
tarafından ortadan kaldırılma hızı bir denge içerisindedir
ve bu durum “oksidatif denge” olarak adlandırılır[28].
Oksidatif denge sağlandığı sürece, serbest radikaller sağlıklı
organizmayı etkilemediği gibi aksine pek çok fizyolojik olayın
da düzenlenmesinde rol almaktadırlar. Örneğin; denge halindeki
ROS düzeyleri sperm cAMP konsantrasyonu ve proteintirozin
fosforilasyonunu arttırarak[38] spermlerin olgunlaşması,
kapasitasyonu, akrozom reaksiyonu, hiperaktivasyonu
ve sperm-oosit füzyonu gibi olayların düzenlenmesinde görev
almaktadırlar[38-40]. Bu radikallerin oluşum hızında artma
ya da ortadan kaldırılma hızındaki bir düşme “oksidatif stres” e
yol açmaktadır[28]. Kemoterapiyi de içerisine alan birçok durum
erkek infertilitesinin etiyolojisindeki en önemli faktörlerden
biri olan oksidatif strese neden olmaktadır (Şekil 3)[20].
ŞEKİL 3: İnfertilite açısından büyük öneme sahip faktörlerden biri olan oksidatif strese yol açan erkek üreme sisteminin primer patolojileri [Agarwal ve Sekhon[20]’un çalışmasından uyarlanmıştır].
Serbest radikaller hücrelerde özellikle yağ asitleri ve lipidler olmak üzere proteinlere de saldırarak çeşitli yapı ve biyomembran bozukluklarına sebep olmaktadır. Memeli spermatozoonunun lipid kompozisyonu somatik hücrelerden önemli derecede farklıdır. Sperm plazma membranı fosfolipidler, steroller, doymuş ve doymamış yağ asitlerinden oldukça zengin olduğu için ROS hasarlarına karşı aşırı hassastırlar[28,33,37,39,40]. Kemoterapötikler de lipid, kolesterol ve protein peroksidasyonu ile oksidatif strese yol açarak özellikle spermatogenik hücrelerde DNA hasarı, apoptosis, sperm kalitesinde düşüşler, infertilite ve hatta sterilite gibi yan etkilerin erkek üreme sisteminde meydana gelmesine neden olmaktadırlar[21-23,26,41-43].
KEMOTERAPÖTİKLERİN ERKEK ÜREME SİSTEMİ
ÜZERİNDEKİ YAN ETKİLERİ
Antimetabolitler
Pürin veya pirimidin prekürsörlerinin sentezlerini bloke ederek
ve DNA metilasyonunu önleyerek DNA ya da RNA sentezini
inhibe ederler. Maksimal sitotoksik etkilerini hücre siklusunun
S fazında gösterirler. Azasitidin, azatiyoprin, 5-fluorourasil,
fludarabin, gemsitabin, kladribin, 6-merkaptopürin, metotreksat
ve sitarabin bu grupta yer alan bazı ajanlardır[4].
Kanserli erkeklerdeki etkileri
Azatiyoprin kanser tedavisi yanında yangısal hastalıkların tedavisinde
de kullanılan bir kemoterapötiktir. Azatiyoprinin
yangısal bağırsak hastalığı (Inflammatory Bowel Disease) olan
erkeklerde ejakülat miktarı, sperm motilitesi, yoğunluğu, anormal
sperm oranı ve toplam sperm sayısı gibi spermatolojik parametreler
üzerinde herhangi bir olumsuz etkiye sahip olmadığı
bildirilmektedir[44]. 5-fluorourasil doza bağlı olarak malignant
lenfoma ve testiküler germ hücre tümörlü hastalarda spermatogenesiste
yavaşlamaya bağlı olarak geçici azoospermi[45,46] ve ayrıca oligospermi[47] oluşturmaktadır. Kronik lenfositik
löykemili hastalarda fludarabin uygulamasından sonra
testis ağırlığı ve testosteron düzeyinde azalma, oligospermi,
sperm DNA hasarı ile FSH ve LH düzeylerinde artış gözlenmektedir[48]. Taksanlarla kombine uygulanan gemsitabin kanserli
hastalarda bilateral testiküler ağırlık azalması, ayrıca inhibin
B düzeyinin azalması ve FSH düzeyinin artması gibi önemli
gonadal lezyonlara neden olmaktadır[49]. 6-merkaptopurinin
infertilite riskinin düşük olduğu ve sadece geçici bir azoospermiye
neden olduğu[15,16] bildirilmesine rağmen Norgard ve
ark.[50] 6-merkaptopurin veya azatiyoprin kullanan babalar ile
sağlıklı annelerden doğacak çocuklarda kongenital anomali riskinin
artacağını iddia etmektedirler. Osteosarkomlu erkeklerde
postoperatif yüksek doz metotreksat uygulaması boyunca ve
uygulamadan kısa bir süre sonrasına kadar hastaların yarısında
oligospermi, azoospermi ve gonadotropin düzeylerinde artışların
şekillendiği bildirilmesine rağmen[51] psoriasis tedavisinde
de kullanılan bu ilacın 1-9 yıllık tedavi süresi boyunca sperm
parametreleri üzerine herhangi bir olumsuz etkisinin olmadığı
gözlenmiştir[52]. Öte yandan French ve ark.[53]’nın yazmış olduğu
derlemede de metotreksatın bazı araştırmacılar tarafından
erkek fertilitesi üzerinde etkisiz kaldığı, bazıları tarafından
da geçici steriliteye neden olduğu gibi zıt bilgiler sunulmaktadır.
Sitarabinin erkek fertilitesi üzerinde zayıf bir etkisinin olduğu
ileri sürülmesine rağmen[47,54] çocukluk döneminde kanserli
olan hastalarda ileriki yaşlarda sitarabin kullanımına bağlı
olarak azoospermi ve şiddetli oligospermi oluştuğu da bildirilmiştir[7,55].
Sağlıklı erkek deney hayvanlarındaki etkileri
Azasitidin sıçanlarda spermatogenesisi olumsuz etkileyerek testisteki
spermatid ve epididimisteki sperm sayısında azalmaya
neden olmaktadır[56]. Azatiyoprin sıçanların testis ağırlığında
azalmalara, düzensiz ve atrofik seminifer tubüller ile vakuollü
Sertoli hücrelerin oluşmasına[57], farelerde ise sperm sayısında
azalmalara ve anormal spermlerde artışlara sebebiyet vermektedir[58]. 5-fluorourasil uygulaması sıçanların testislerinde doza
ve zamana bağlı olarak tubuler atrofiye[59], epididimal sperm
sayısı[60] ve serum testosteron düzeylerinde[61] azalmaya yol
açmaktadır. Gemsitabinin 10 mg/kg’lık günlük dozu fare spermlerinde
ciddi oranlarda morfolojik baş anomalilerine sebep olmaktadır[62]. Bazı bilim adamları 6-merkaptopürinin farelerin
premeyotik ve meyotik dönemdeki spermatogenik hücreleri üzerinde
dominant letal etkiye sahip olduğunu bildirmelerine rağmen[63,64] bazı araştırmacılar da gerçekte kronik merkaptopürin
uygulamalarının laboratuvar hayvanlarında gerek sperm
üretimi gerekse sperm morfolojisi üzerine herhangi bir etkisinin
olmadığını[65,66] veya en düşük gonadal toksisite oluşturduğunu[67] öne sürmektedirler. Antimetabolitlerin gonadal toksisitesi
açısından laboratuvar hayvanlarında en fazla çalışılan ilaç metotreksattır
(Şekil 4). Düşük ve orta doz metotreksatın sıçanlarda
oligospermi oluşturduğu, ancak testiküler atrofiye neden olmadığı
bildirilmiştir[68]. Öte yandan sıçan testisleri üzerinde metotreksatla
yapılan çalışmalarda testis ağırlığı, seminifer tubül çapı
ve germinal epitel kalınlığında azalmalarla[69] birlikte dejenerasyonların
şekillendiği[70], tüm spermatogenik hücreler olmak
üzere özellikle spermatosit ve spermatidlerde öldürücü[71],
Sertoli ve Leydig hücrelerinin büyüklüklerinde de azaltıcı[72]
etkilere sahip olduğu tespit edilmiştir. Ayrıca farelerdeki sitogenetik
çalışmaların sonuçları metotreksatın germ hücrelerinde çeşitli
düzeylerde kromozamal aberasyonlar, DNA hasarı ve apoptosis
oluşturduğunu, epididimal sperm sayısı ve motilitesinde
azalmalara ve anormal sperm oranlarında da artışlara neden olduğunu
göstermektedir[25,43,73,74].
ŞEKİL 4: Kontrol grubu (A) farelere göre metotreksat uygulanan (B) hayvanların seminifer tubullerindeki şiddetli vakualizasyonun fotografik götüntüsü (oklar) [Padmanabhan ve ark.[25]’nın çalışmasından alıntılanmıştır].
Antikanser antibiyotikler
Antrasiklin antibiyotikler (daunorubisin, doksorubisin, epirubisin,
idarubisin, plikamisin v.b.) iki DNA zinciri arasına yerleşerek
DNA ve RNA sentezini inhibe ederler, topoizomeraz II
enzimi üzerinden de DNA zincir kırılmalarına sebep olurlar.
Ayrıca hücre membranlarına bağlanarak yapılarını ve iyonlara
karşı geçirgenliğini değiştirirler. Bleomisin hücre siklusunun
G2 fazında daha çok etkili olup oksidatif süreçle DNA kırılmalarına
sebep olmaktadır. Daktinomisin stabil bir
daktinomisin-DNA kompleksi oluşturarak DNA’ya bağlı
RNA polimerazın etkisini engellemektedir[75].
Kanserli erkeklerdeki etkileri
Kanserli erkeklerin bu gruptaki ilaçlarla tek başlarına tedavilerinden
sonra genellikle sperm sayısında geçici bir azalma ve
fertilitelerinde düşük/orta şiddette azalmalar görülmesine
rağmen kombine tedavilerden sonra daha şiddetli etkiler ortaya
çıkabilmektedir[15,16]. Lemez[76] yapmış olduğu bir çalışmada
orta yaşlı akut myeloid löykemili 5 erkeğin daunorubisin
tabanlı kombine tedavisinden sonra farklı bireylerde ereksiyon
bozukluğu, ejakülat miktarında azalma ve şiddetli oligoastenoazoosperminin
şekillendiğini bildirmektedir. Testiküler
kanserli ya da Hodgkin lenfomalı erkeklerin doksorubisin tabanlı
kombine tedavilerinden sonra %38-40’ında azoospermi
ve şiddetli oligospermi şekillenmektedir[35]. Bleomisinle birlikte
farklı kemoterapötiklerin ortak kullanılması sonucu kanserli
hastalarda oligo- ve azoo-spermi, spermlerde DNA hasarı[77] ile birlikte kromozomal anöploidiler[78] görülmektedir.
Daktinomisinle kombine tedaviden sonra spermatogenesiste
yavaşlama ve azoospermi şekillenmektedir[46].
Sağlıklı erkek deney hayvanlarındaki etkileri
Farklı doz daunorubisin uygulamaları farelerin germ hücrelerinde
kromozomal aberasyonlara ve spermlerde morfolojik bozukluklara
neden olmaktadır[79]. Doksorubisin sağlıklı erkeklerde
antikanser antibiyotiklerin erkek üreme sistemi üzerindeki
etkilerinin gösterilmesi açısından en fazla çalışmanın yapıldığı
kemoterapötiktir (Şekil 5). Doksorubisin sıçanlarda testis,
epididimis, seminal bez, prostat ağırlıkları ile sperm sayısı, motilitesi,
testosteron düzeylerinde önemli azalmalara, sperm
anormalitesinde önemli artışlara, seminifer tubul çapları ve germinal
hücre tabakası kalınlığında azalma, bozulmuş spermatogenesis,
dejenerasyon, ödem ve nekroz gibi ciddi testiküler histopatolojik
lezyonlara[23,80,81], spermlerde DNA hasarı[82]
ile spermatogenik hücrelerde Bax, Bcl-2, p53, Fas ve kaspaz indikatörlü
apoptosise[83-85] neden olmaktadır. Ayrıca sıçanların
testis dokusunda yer alan ve sperm plazma membranının
yapısına iştirak eden hem uzun (C18-C22) hem de çok uzun
(C24-C32) zincirli doymamış yağ asidi düzeylerinde önemli değişikliklere
neden olduğu da bildirilmektedir[86].
Doksorubisinin farelerde de normal sperm morfolojisi, günlük
sperm üretimi ve Sertoli hücre sayısında önemli azalmalara,
Sertoli ve germ hücreleri ile ilişkili genlerin mRNA düzeylerinde
regülasyon bozukluğuna[87], testis ağırlığında azalma, seminifer
tubul çaplarında daralma, spermatogenesiste hasar gibi
histopatolojik lezyonlara[88], testiküler DNA hasarı[89], spermatogoniumlarda
kromozomal aberasyonlar[90] ve apoptosise[91] neden olduğu bildirilirken öte yandan spermatogenesisteki
hücrelerin telomeraz aktivitesi üzerine de etkisinin olmadığı
öne sürülmektedir[88]. On hafta boyunca haftada bir kez 1,2
mg/kg epirubisin uygulaması sıçanlarda germ hücre apoptosisine
neden olmaktadır[92]. Arrebola ve ark.[93] ise bir diğer
antikanser antibiyotik olan bleomisini, günlük 30 mg/kg dozunda
5 gün boyunca intraperitoneal olarak sıçanlara uygulamışlar
ve 52 gün sonra bu hayvanları dekapite ettiklerinde
sperm sayısında azalma ve anormal sperm oranında da artışlar
tespit etmişlerdir. Benzer şekilde Hansen ve Sorensen[94] 100
mg/kg bleomisinin farklılaşma sürecindeki fare spermatogoniumlarının
yaşama oranını %37’den %4’lere düşürdüğünü gözlemlemişlerdir.
Öte yandan puberte öncesi dönemde daktinomisin
uygulanan sıçanlarda puberteden sonra testis histolojisinde
yapısal bozukluklarla spermatogenik hücrelerde apoptosisin
şekillendiği bildirilmektedir[95].
ŞEKİL 5: Doksorubisin uygulanmayan (A) ve uygulanan (B) sıçanlarda testislerin histopatolojik görüntüsü [Çeribaşı ve ark.[85]’nın çalışmasından alıntılanmıştır].
Alkilleyiciler ve benzer etki gösterenler
Dinlenen veya bölünen hüceleri ayırmayan (hücre siklusundan
bağımsız) alkillleyiciler sitotoksik etkilerini çeşitli hücre
yapılarındaki nükleofilik gruplara kovalent bağlanarak gösterirler.
Adeninin 1 ve 3, guaninin 7 ve sitozinin 1 numaralı azot
atomları DNA’nın alkillenmesinde en önemli hedeflerdir. Bu
atomların alkillenmesiyle zincir-içi veya zincirler-arası çapraz
bağlar oluşur ve böylece sadece DNA transkripsiyonu değil
çoğalması da etkilenmiş olur. İfosfamid, klorambusil, melfalan,
mekloretamin, siklofosfamid gibi nitrojen mustardlar; karmustin,
lomustin gibi nitrozüreler; karboplatin, sisplatin gibi
platin bileşikleri ile busulfan, dakarbazin ve prokarbazin bu
grupta yer alan ilaçlardır[96].
Kanserli erkeklerdeki etkileri
Kemoterapötik ilaçlar içerisinde kanserli veya farklı hastalıklara
sahip erkeklerde en fazla gonadal yan etkiye sahip ilaç
grubu alkilleyici ajanlardır[15,16]. Bu gruptaki hemen hemen
her bir ilaç uzun süre devam eden azoospermiye neden olduğundan
tedaviden sonraki infertilite riski oldukça yüksektir[5,15]. Örneğin, klorambusil ile 14 yıl tedavi edilen bir hastada
kemoterapiden sonraki 15 yıl boyunca azoosperminin devam
ettiği, dolayısıyla spermatogenesisin çok uzun süre sonra normale
dönebildiği bildirilmektedir[97]. Öte yandan nefrotik
sendromlu prepubertal ve pubertal dönemdeki erkeklerin klorambusil
ile tedavisinden sonra hastaların pek çoğunda testiküler
hipotrofi, serum FSH düzeyinde artış, azoospermi ve bir
hastada da şiddetli oligospermi gözlendiği rapor edilmiştir[98,99]. Benzer şekilde Thomson ve ark.[55] çocukluk döneminde
klorambusil ile kanser tedavisi gören hastalarda ileriki
yaşlarda azoospermi ve oligosperminin şekillendiğini öne sürmektedirler.
Williams ve ark.[100] yaptıkları bir çalışmada
ifosfamid (>60g/m2) alan kanserli 32 hastanın 2/3’ünün sperma
analizlerinde subfertilite (azoospermi), %31’inin FSH düzeylerinde
artış ve %50’sinin de inhibin B düzeylerinde azalma
ile karakterize germ hücre hasarının saptandığını ve ayrıca
erkek hastaların ifosfamid gonadotoksisitesine karşı kadınlara
göre çok daha hassas olduklarını iddia etmektedirler. Melfalan
ile tedaviden sonra uzun süre devam eden azoospermi görülmektedir[5,15]. Siklofosfamid ve prokarbazin alkilleyiciler
içerisinde gonadal toksisitesi en yüksek olan kemoterapötiklerdir[101]. Germinal epitel üzerinde çok güçlü toksik etkiye
sahip olan siklofosfamid prepubertal dönemde bu ilaçla tedavi
gören çocukların yetişkinlik dönemlerindeki fertilite potansiyellerini
%50’lere kadar düşürebilmektedir[102]. Benzer şekilde
siklofosfamid ile kanser tedavisi gören çocuklarda tedavi
sonrası 20 yıllık bir süre boyunca devam eden azoospermi[103,104] ve hatta kalıcı sterilite şekillenmekte olup[105] bunun
sebebinin de sperm rejenerasyonundaki başarısızlıklar
olduğu iddia edilmektedir[7,106]. Prepubertal dönemde 1g/
m2 karmustin ve 500 mg/m2 lomustin ile tedavi edilen beyin tümörlü çocukların %50’sinde yetişkinlik dönemlerinde azoospermi
şekillendiği bildirilmiştir[5,15,107]. Reiter ve ark.[108] karboplatinle tedavi edilen testiküler seminomalı 22 hastanın
sadece 7’sinde oligospermi, 14’ünde ise FSH düzeylerinde
artış şekillendiğini, bununla birlikte azoospermi oluşmadığını
ve hastaların iyileştikten sonraki fertilitelerini kazanma
durumlarının yüksek olduğunu bildirmektedirler. Bir diğer
alkilleyici ajan olan sisplatin testiküler kanserli hastaların tedavisinde
en sık kullanılan ilaçtır. Bu ilacın kemoterapötik olarak
kullanılmasıyla birlikte testiküler germ hücre tümörlü erkeklerin
yaşam süresinde de artışlar meydana gelmiştir[46].
Küratif etkisinin yanında gonadotoksik etkisinin de yüksek
olması nedeniyle kemoterapötiklerin özellikle de alkilleyici
ajanların kanserli ve sağlıklı erkeklerin reprodüktif sistemi
üzerindeki etkileri ile ilgili pek çok çalışma sisplatinle yapılmıştır[12]. Sadece sisplatin veya sisplatin tabanlı kombine kemoterapi
alan kanserli hastaların hemen hemen hepsinde akut
azoospermi şekillenmektedir[46]. Hastaların yaklaşık yarısında
kemoterapiden sonraki 6 ay ile 5 yıl arasındaki bir sürede
sperm sayısında normalleşme görülmektedir[109]. Bununla
birlikte hastaların %30’unda da kalıcı azoospermi meydana
gelmektedir[11]. Geriye dönüşümsüz spermatogenesis hasarı
ise sisplatinin kümülatif dozu ile ilişkili olup 400 mg/m2’den
düşük dozlar uzun süre sperm üretimini baskılarken 600 mg/
m2’den daha yüksek dozlarda kalıcı azoospermi riski artmaktadır[18,46]. Sisplatin tabanlı kemoterapiden sonra testis tümörlü
erkeklerin spermlerinde görülen kırık DNA artışlarına[77,110] rağmen, yapılan sperm karyotip analizlerine göre bu
hastalarda kromozom anomalileri açısından herhangi bir risk
bulunmadığı ileri sürülmektedir[111]. Bununla birlikte Gerl
ve ark.[112] 400 mg/m2’den daha yüksek dozda 75 ay boyunca
sisplatin alan germ hücre tümörlü erkeklerde almayanlara
göre testosteron düzeylerinde önemli azalma, FSH ve LH düzeylerinde
ise önemli artışlar tespit etmişler ve sisplatinle yüksek
doz kemoterapinin testis kanserli erkeklerin Leydig hücrelerinde
kalıcı fonksiyon bozukluğu oluşturduğu kanaatine
varmışlardır. Azoospermi ve yüksek infertilite riski olduğu
ileri sürülen alkilleyici busulfanın[5,15] 600 mg/m2’lik dozu
kemik iliği transplantasyonu yapılan erkeklerde spermatogenesisin
baskılanmasına neden olmaktadır[113]. Dakarbazin
kemoterapisi hastalarda genellikle geçici bir azoospermi ile
sonuçlanmaktadır[15]. Siklofosfamid ve sisplatin gibi yüksek
gonadotoksik etkiye sahip alkilleyici ajanlardan biri olan prokarbazin[101], lenfatik malignantlı erkeklerde 4 g/m2’nin üstündeki
dozlarda kullanıldığında spermatogenesiste meydana
getirdiği çok ciddi hasarlara[18] bağlı olarak uzun süre devam
eden azoospermi[5,15,55] ve oligospermi ile yüksek infertilite
riskine sahiptir[7,55].
Sağlıklı erkek deney hayvanlarındaki etkileri
Spermatogenik hücreler üzerinde yüksek mutatik aktiviteye
sahip olan klorambusil post-meyotik safhadaki ve özellikle de
erken dönemdeki fare spermatidlerinde dominant letal mutasyon[114,115] ve kalıtsal translokasyonlara[114] neden olmaktadır.
İfosfamidin farklı dozlarının tek enjeksiyonlarını müteakip
doza bağlı olarak tavşanların testis ve ek salgı bezi ağırlıklarında
geçici azalma, benzer şekilde spermatositogenesis (240
mg/kg) ve spermiogenesis (60, 90 ve 120 mg/kg) ile epididimisteki
sperm olgunlaşması olaylarında geçici baskılanmalara
bağlı olarak oligo-, teratozoo- ve asthenozoo-spermi şekillenmekte
olup tedavi sonrası maksimum 8. haftada tekrar normale dönüşler meydana gelmektedir[116]. Mutajenik etkili
olan ifosfamid farelerde de doza bağımlı olarak testiküler
germ hücrelerinde kromozomal aberasyonlara ve spermlerde
morfolojik bozukluklara sebebiyet vermektedir[41,117].
Melfalan enjekte edilen farelerde spermatogenesisin son safhasındaki
hücrelerde dominant letal mutasyonlar ve kalıtsal
translokasyonlar gibi ciddi kromozomal anomaliler meydana
gelmektedir[118]. Ayrıca melfalan in vitro olarak boğa spermasına
katıldığında spermlerde DNA hasarlarına da neden
olmaktadır[119]. Mekloretamin fare spermatogoniumlarında
dominant letal mutasyonlara neden olmaktadır[120].
Siklofosfamidle yapılan deneysel sıçan çalışmalarında sperm
konsantrasyonu ve motilitesinde azalma, apoptotik germ hücre
sayısı, ölü ve anormal sperm oranında artma, şiddetli testiküler
yapı bozuklukları[26,121,122] testosteron[121,123] A
tipi spermatogoniumlar, preleptoten ve pahiten spermatositler
ile spermatidlerde azalmalar[123] ve aynı zamanda sperm
nüklear matriks profili[31], sperm kromozom yapısı ve basit
proteinlerinde değişiklik[30] ile spermatosit DNA’sında çift
zincir kırıkları (Şekil 6) da tespit edilmiştir[124,125].
Siklofosfamidin sıçanlarda oluşturduğu reprodüktif yan etkilerin
pek çoğu farelerde de gözlenmektedir[90,126-128].
Nitrozürelerden karmustin ve lomustin fare spermatositlerindeki kromozomal hasarlarda önemli artışlara[67], postspermatogonial hücrelerde dominant letal ve spesifik lokus mutasyonlarına neden olmaktadırlar[129]. Platin bileşiklerinden karboplatin uygulaması sonucunda sıçanlarda testiküler histopatolojik lezyonlar (spermatogenesiste yavaşlama; spermatogonium, spermatosit, spermatid, Leydig hücrelerinde azalma ve dejenerasyon), steroidogenik enzimlerin (3β-hidroksisteroid dehidrogenaz, 17β-hidroksisteroid dehidrogenaz) testiküler aktiviteleri ve serum testosteron düzeyinde azalmalar, serum FSH ve LH düzeylerinde artışlar[130], sperm sayısı ve motilitesinde azalmalar ile ayrıca sperm membran bütünlüğünde bozulmalar[131] gibi önemli reprodüktif sistem hasarları meydana gelmektedir. Yetişkin erkek sıçanlarla yapılan pek çok çalışmada, sisplatinin testis, epididimis, seminal bez ve prostat ağırlıkları, sperm yoğunluğu, motilitesi ve morfolojik olarak normal yapılı spermlerin sayısında azalmalara, seminifer tubul çaplarında daralmalara, testiküler dokuda dejenerasyon, nekroz ve ödem gibi histopatolojik lezyonlara[21,22,121,132-136], testiküler apoptotik germ hücre sayısı[27,137], serum FSH düzeyinde artışlara[138], sperm DNA’sında kırılmalara[139] ve testosteron düzeylerinde ise azalmalara[121,135,140,141] yol açtığı bildirilmektedir. Pubertal dönemde sisplatin verilen sıçanlarda da benzer etkilerin görüldüğü bir çalışmada; Favareto ve ark.[142] 45 günlük pubertal dönemdeki sıçanlara 1 mg/kg/gün dozunda 3 hafta boyunca sisplatin uygulamasının hayvanlar 66 günlük olduklarında testiküler histopatolojik lezyonlar (Şekil 7) ile birlikte tüm reprodüktif organ ağırlıkları, sperm üretimi, yoğunluğu, motilitesi, seminifer tubul çapı, intratestiküler testosteron miktarı, fertilite potansiyeli ve libidoyu önemli derecede azalttığını, TUNEL-pozitif apoptotik hücrelerin ve motil olmayan spermlerin sayısını da önemli derecede artırdığını gözlemlemişlerdir. Aynı çalışmada hayvanlar 140 günlük oldukları dönemdeki reprodüktif parametreleri de incelenmiş ve sperm motilitesi ile testiküler histopatolojik lezyonlar hariç diğer parametrelerde kendiliğinden iyileşmelerin gözlendiği tespit edilmiştir[142]. Fareler üzerinde yapılan çalışmalarda da sisplatinin, sperm kalite parametreleri, testiküler histolojik yapı ve üreme organ ağırlıklarında olumsuz değişikliklere[143], spermlerde geri dönüşümsüz DNA çift zincir kırıkları[144] ve spermatogoniumlarda kromozomal aberasyonlar[90] gibi sıçanlardaki reprodüktif yan etkilere benzer toksisiteye neden olduğu tespit edilmiştir.
ŞEKİL 7: Sisplatin uygulanan sıçan testislerinde piknotik hücre oluşumu (A), Sertoli hücrelerinde vakualizasyon (B) ve germ hücre yokluğu (C) [Favareto ve ark.[142]’nın çalışmasından alıntılanmıştır].
Alkilleyici ajanlardan busulfan, farelerin testis ve epididimis ağırlıklarında azalmalar, seminifer tubullerinde atrofi[145-147], testiküler spermatogenik hücreler, sperm sayısı, motilitesi ve yaşayabilirliği[145,147] ile testosteron düzeylerinde önemli azalmalar, anormal sperm oranı ve apoptotik hücre sayısında artışlar[42], seminal bez sekresyonunda azalma ve bezin histolojik yapısında bozukluklar oluşturmasına rağmen[148], spermatogenik hücelerde kromozomal aberasyonlara neden olmamaktadır[149]. Kumar ve ark.[150] dakarbazinin epididimal sperm sayısı, sperm motilitesi ve intratestiküler testosteron düzeylerinde önemli azalmalar, anormal yapılı spermlerin oranında da önemli artışlar oluşturduğunu bildirmektedirler. Prokarbazin uygulanan sıçanların testislerinde atrofi[151,152], Setoli ve Leydig hücrelerindeki fonksiyon bozukluğuna bağlı olarak androjen bağlayıcı protein ile testosteron düzeylerinde azalma, FSH düzeylerinde artış, ayrıca spermatogenesisteki aksaklıklar[153-155] sonucu epididimal sperm rezervlerinde azalma ve infertilite[154,155] gözlendiği bildirilmiştir. Prokarbazinle yapılan deneysel fare çalışmalarında sperm sayısında azalma[156], hamsterlerin anormal sperm sayısında artış, sperm konsantrasyonunda azalma ile birlikte sperm başının elektron mikroskobik görüntüsünde nükleus ve akrozomal membranda şiddetli hasarlar tespit edilmiştir[157].
Mikrotubül inhibitörleri
Çeşitli bitkisel kaynaklı maddeler mitoz esnasında sitoplazma
içi hareketleri kontrol eden mikrotubüllerin arasındaki polimerize
ve depolimerize yapıların dengesini bozarak sitotoksik
etki oluşturmaktadır. Vinblastin, vindesin, vinkristin ve vinorelbin
gibi vinka alkaloidleri tubuline bağlanarak polimerizasyonu
inhibe eden bitkisel kaynaklı mikrotubül inhibitörü kemoterapötikleridir.
Dosetaksel ve paklitaksel ise tubüllerin
yapılmasını engellemeden depolimerize olmamalarını sağlayarak
tubülleri stabil hale getirirler ve böylece onların fonksiyonlarını
bozarlar[158].
Kanserli erkeklerdeki etkileri
Vinka alkaloidlerinin tek başlarına kullanıldıklarında geçici
bir süre azoospermi oluşturmalarına istinaden genellikle infertilite
riskleri düşüktür[5,15,16]. Çocukluk çağında vinblastin[103] ya da vinkristinle[55] tedavi edilen hastaların
yetişkinlik dönemlerinde azoospermi ve şiddetli oligospermi
şekillendiği bildirilmektedir. Öte yandan TVT
(Transmissible Venereal Tumor)’li köpeklerin tedavisi amacıyla
sıklıkla kullanılan vinkristin uygulaması esnasında libido
ve testis hacmi etkilenmemesine[159] rağmen, sperma
miktarı, sperm yoğunluğu, motilitesi, anormal sperm oranı
ve sperm membran bütünlüğü gibi spermatolojik parametreler
kötüleşmekte, fakat kemoterapiden 15 gün[160] veya
45 gün[159] sonra bu değerlerde normalleşme görülmektedir.
Dosetaksel ve paklitaksel tabanlı kemoterapi uygulamasından
sonraki kısa peryot boyunca kanserli hastalarda
testiküler hacim ve serum inhibin B düzeyinde azalma ile
serum FSH düzeyinde artış gibi aksaklıklar meydana gelmektedir[49].
Sağlıklı erkek deney hayvanlarındaki etkileri
Vinblastin fare spermatogoniumları ve primer spermatositlerinde
kormozomal aberasyonlara[161], testiküler atrofi,
sperm sayısında azalma, anormal sperm oranında artış,
germ hücrelerde DNA tek zincir kırıkları ve fertilite düşüklüğüne
neden olmaktadır[162]. Vinkristin sıçanlarda testiküler
atrofi, spermatogenesis ve steroidogenesiste rolü olan
Sertoli, Leydig ve germ hücrelerine ait çeşitli proteinlerin
miktarlarında azalmalar[163], apoptotik germ hücre sayısında
artışlar[95] oluşturmakta ve epididimal dokudaki
hücrelere zarar vererek spermlerin olgunlaşmasını engellemektedir[164]. Bu alkaloidler, farelerde de spermatosit ve
spermatid DNA’sında hasara, germ hücre gelişim oranında
azalmaya, spermatidlerde ölümlere[165], testiküler atrofi,
sperm sayısında azalma ve anormal spermlerde artışlara[166] neden olmaktadır. Bir diğer mikrotubül inhibitörü
olan paklitakselin gonadotoksik etkilerini araştıran Koehler-
Samouilidou ve ark.[167] 4 hafta boyunca haftada bir kez
12,4 mg/kg paklitaksel uyguladıkları sıçanların yarısını uygulama
bittikten 6 gün (kısa süre) diğer yarısını da 11 hafta
(uzun süre) sonra dekapite ederek reprodüktif parametreleri
incelemişlerdir. Sonuçta; kısa süre sonra dekapite edilen
hayvanlarda prostat bezi, epididimis ve testis ağırlıkları ile
sperm yoğunluğu ve motilitesinde azalmalar, testisin histolojik
yapısı incelendiğinde ise Leydig hücrelerinde dejenerasyon,
spermatogonium, spermatosit ve spermatidlerde de
azalmalar olduğu tespit edilmiştir. Buna rağmen uzun süre
sonra dekapite edilen hayvanlarda ise sperm yoğunluğundaki
azalma hariç diğer parametrelerde önemli düzelmelerin
şekillendiği gözlenmiştir.
Diğer kemoterapötikler
Etoposid ve teniposid gibi podofilotoksinler S sonu-G2 fazı ile
mitokondri fonksiyonlarını inhibe etmektedirler. Asparajini aspartik
asit ve amonyağa parçalayan L-asparajinaz, akut lenfositik
lösemi gibi egzojen asparajine ihtiyaç duyan tümör hücrelerine
karşı etkindir. Hormonlara duyarlı veya bağımlı bazı tümörlerin
tedavilerinde ise hormon agonist veya antagonistleri
kullanılmaktadır. Glukokortikoidler lenfosit proliferasyonu
üzerine negatif etkili oldukları için lösemi ve lenfomalarda daha
çok prednizon kullanılır. Dietilstilbestrol gibi östrojenler de
androjenlere duyarlı bazı prostat tümörlerinin tedavisinde etkilidir.
Formestan gibi aromataz inhibitörleri ile flutamid ve siproteran
asetat gibi androjen antagonistleri prostat tümörlerinde,
tamoksifen gibi anti-östrojenler de bazı meme ve endometriyal
kanserlerde kullanılmaktadırlar. Bir protein tirozin kinaz inhibitörü
olan imatinib, kronik myeloid lösemili hastalarda olduğu
gibi anormal tirozin kinaz aktivitesi tespit edilen kanserlerde
Bcr-Abl tirozin kinazı inhibe ederek etkisini göstermektedir.
İmmunostimulan etkili sitokinler özellikle interferonlar lösemi,
AIDS ve hepatitli hastalarda makrofaj ve doğal öldürücü hücreleri
stimüle etmek amacıyla kullanılır[4,158].
Kanserli erkeklerdeki etkileri
Etoposidin tek başına kullanılmasının geçici bir azoospermiye
ve düşük gonadal toksisiteye neden olduğu bildirilmekte[5,15,16,101] olup kanserli hastalarda genellikle kombinasyon
tarzında kullanılmaktadır. Etoposidle birlikte birkaç kemoterapötiğin
kombinasyon tarzında testiküler tümörlü hastalarda
kullanılması sonucunda kemoterapiyi müteakip spermatogenesis
ve Leydig hücrelerinde fonksiyon bozukluğu[110] ile spermatozoonlarda
artan derecede anöploidi[168] gibi reprodüktif
yan etkiler meydana gelmektedir. Bu etkilerin ise etoposidden
ziyade daha çok diğer ajanların etkisi ile ortaya çıktığı ileri sürülmektedir[168]. Asparajinaz benzeri bir protein rat testislerinden
izole edilmesine ve bu proteinin de spermler için otoantijen
olarak kabul edilmesine rağmen[169] kemoterapi amacıyla kullanılan
L-asparajinazın gerek kanserli gerekse sağlıklı erkeklerin
spermatogenesisi, sperm kalite parametreleri, testiküler histolojik
yapısı, reprodüktif hormonları, seksüel davranışları ve
fertilitesi üzerine etkileri ile ilgili henüz yapılmış bir çalışma
bulunmamaktadır. Hodgkin lenfomalı hastalarda prednizon tedavisi
sperm üretimi ve kalitesi üzerine herhangi bir etkiye sahip
değilken[170] günlük 10 mg’lık dozdan daha yüksek alınması
sperm sayısında önemli azalmalar oluşturmaktadır[171].
Ayrıca peripubertal dönemde transplantasyon geçiren erkeklerde
de immunosupressif amaçla kullanıldığında spermlerde
fonksiyonel bozukluklara neden olduğu bildirilmektedir[172].
Dietilstilbestrol, aromataz inhibitörleri, anti-androjenler ve antiöstrojenlerin
kanserli erkeklerin infertilitesi üzerine etkisi ile ilgili
henüz yapılmış bir çalışma bulunmamaktadır. Bununla birlikte
düşük testosteron/östradiol oranına sahip infertil erkeklerde
aromataz inhibitörleri kullanımı bu oranda ve sperm kalite
parametrelerinde iyileşmeler sağlamaktadır[173]. Öte yandan
sağlıklı insanlarda bir anti-androjen olan siproteron asetat
kullanımı gonadotropin hormon seviyesini düşürerek, ciddi
azoospermiye neden olmakta ve erkekler için kontraseptif olarak
önerilmektedir[174]. Öte yandan, hipereozinofilik sendromlu
18 yaşındaki bir hastada bir yıl boyunca imatinib kullanımından
sonra şiddetli oligoasthenoteratozoospermi[175], benzer
şekilde kronik myeloid löykemili bir hastada da oligozoospermi
ve inhibin B/FSH oranında azalma[176] vakaları bildirilmiştir. Schilsky ve ark.[177] löykemili 48 hastada
interferon-α2’nin testislerin fonksiyonu üzerine herhangi bir etkisinin
olmadığını bildirmesine rağmen, Longo ve ark.[178] III.
derece melanomlu bir hastada interferon-α alımına bağlı azoospermi
vakasını tespit etmişlerdir. Benzer şekilde hepatit C tedavisi
için interferon alan erkeklerde motil sperm sayısında azalma
ile birlikte spermlerde DNA hasarları şekillendiği bildirilmektedir[179]. İnterferonlar ayrıca sağlıklı insanlarda spermadaki
sodyum-potasyum-ATPaz, kalsiyum-ATPaz, süperoksit
dismutaz ve nitrik oksiti etkileyerek spermlerdeki akrozin aktivitesi
ile akrozom reaksiyonunu da inhibe edebilmektedirler[180].
Sağlıklı erkek deney hayvanlarındaki etkileri
Prepubertal dönemde sıçanlara uygulanan etoposid doza bağımlı
olarak apoptotik germ hücre sayısında artış (Şekil 8)[181], reprodüktif organ ağırlıkları ile spermatogonium, spermatosit
ve spermatidlerde azalma, testiküler histopatolojik
lezyonlar ve infertiliteye[182] neden olmaktadır. Farelerde
yapılan çalışmalarda da etoposidin farklılaşmakta olan spermatogoniumlar
ve spermatositlerde kromozom kırıklarına
(klastojenik etki) neden olduğu bildirilmektedir[183,184].
Etoposidin spermatogoniumlardaki klastojenik etkisinin 8
hafta sonra da olgun spermlere taşındığı, anormal sperm sayısındaki
artışın da bu durumun göstergesi olduğu ileri sürülmektedir[183].
ŞEKİL 8: Etoposid uygulanan sıçanların primer spermatositlerindeki apoptosisin (TUNEL-pozitif) gösterimi (oklar). (A) 10 mg/kg etoposid uygulamasından 12 saat sonra dekapite edilen 26 günlük sıçanlardaki apoptotik hücre görünümü. (B) 40 mg/ kg etoposid uygulamasından 12 saat sonra dekapite edilen 32 günlük sıçanlardaki apoptotik hücre görünümü [Stumpp ve ark.[181]’nın çalışmasından alıntılanmıştır].
Glukokortikoidlerden olan deksametazon koçlarda serum ve sperma hyaluronidaz aktivitesini değiştirirken, sperma miktarı, sperm yoğunluğu ve motilitesinde önemli azalmalara neden olmaktadır[185]. Dietilstilbestrol sıçanların absolut ve rölatif epididimis ağırlığında, sperm sayısı, motilitesi ve testosteron düzeylerinde önemli azalmalara yol açmaktadır[186]. Prenatal dönemdeki sıçanlara aromataz inhibitörlerinin verilmesi sonucunda yetişkinlik dönemlerinde testiküler sperm sayısı ve günlük sperm üretiminde azalma, libido yetersizliği ve çiftleşme sonucu gebe kalan dişilerde preimplantasyon kayıpları meydana gelmektedir[187]. Sağlıklı sıçanlarda tamoksifen uygulaması sperm sayısı ve motilitesinde önemli azalmalara[188], anormal sperm sayısında önemli artışlara ve seminifer tubullerde atrofiye neden olmaktadır[189]. İmatinib uygulanan fare ve sıçanların sperm sayısı, motilitesi, Sertoli ve Leydig hücre sayısı, testosteron düzeyleri, testiküler spermatogenik hücrelerinde azalma, FSH ve LH düzeyleri ile anormal sperm oranlarında artış[190-192] ve infertilite[193] şekillenmektedir. Ancak bu gonadotoksik etkilerin geçici olduğu ve imatinib uygulamasının sona ermesiyle birçok parametrede normalleşme görüldüğü de ileri sürülmektedir[191-192]. Fare seminifer tubullerinde interferon fazlalığı Sertoli hücre bozukluğu, germ hücre kaybı ve steriliteye neden olmaktadır[194]. İnterleukin-2 ise fare Leydig hücrelerini in vitro olarak baskıladığından dolayı testosteron sentezinin güçlü bir inhibitörü olarak kabul edilmektedir[195].
KEMOTERAPÖTİKLERİN ERKEK ÜREME
SİSTEMİNDEKİ YAN ETKİLERİNİ ÖNLEMEYE VEYA
AZALTMAYA YÖNELİK KORUYUCU STRATEJİLER
Yukarıda sunulan literatür bilgilere göre antikanser amacıyla
kullanılan ilaçların büyük bir çoğunluğunun kanserli hastalarda
veya sağlıklı deney hayvanlarında çok önemli reprodüktif
yan etkilere neden olduğu açık bir şekilde görülmektedir. Bu
yan etkilerin şiddeti, tedavi sonrası ortadan kalkma süresi
veya kalıcılığı kullanılan antikanser ajana, dozuna ve süresine
göre değişmektedir. Kemoterapötiklerin sperm üretimi üzerindeki
yan etkilerini önleyebilecek/azaltabilecek ve tedaviden
sonra gonadal fonksiyonları düzenleyebilecek stratejilerin
geliştirilmesi özellikle genç kanserli hastalar için büyük önem
taşımaktadır. Bu amaçla, pek çok metodolojik, biyokimyasal
ve biyolojik yaklaşımlar gerek kanserli insanlarda gerek araştırma
amacıyla sağlıklı deney hayvanlarında kullanılmakta
olup yeni stratejilerin belirlenmesi amacıyla çalışmalar devam
etmektedir[16]. Bu yaklaşımlar kemoterapiye başlamadan
önce, esnasında ve kemoterapi bittikten sonra kullanılabilmektedir[5]. Bununla birlikte kanser veya hastalığın tipi, kullanılacak
ajanın türü ve kemoterapi öncesi hastanın sperma
kalitesi gibi faktörler koruyucu stratejilerle tedavi sonrası gonadal
fonksiyonların normale dönüştürülmesi açısından önem
arz etmektedir[196]. Bu nedenle, kemoterapiden önce hastanın
fiziki olarak testislerinin, laboratuvar olarak da spermasının
muayenesi ile birlikte gonadotropin ve testosteron hormon
düzeyleri tespit edildikten sonra kemoterapi ve koruyucu yaklaşımlar
uygulanmalıdır.
Hormon uygulaması
Koruyucu terapinin uygulanmaya başladığı ilk yıllarda daha
çok biyolojik yollarla yan etkilerin giderilmesine çalışılmıştır.
Kemoterapi ile azalan testosteron düzeylerinin arttırılması[14]
ya da germ hücrelerindeki proliferasyonun minimalize edilmesi
için hipotalamus-hipofiz-gonad ekseninin baskılanması amacıyla
kemoterapi öncesinde ve esnasında GnRH analogları, antagonistleri
ve steroidler (testosteron, progestagenler) kullanılmıştır[13,18,101]. Rodentler hariç insan ve primatların infantil
dönemlerinde gonadotropinler ve testosteronda meydana gelen
artışları müteakip puberteye kadar düzeylerinin genellikle
düşük ve stabil kaldığı “sessiz veya sakin dönem” olarak adlandırılan
bir zaman peryodu bulunmaktadır. İşte bu dönemde gonadotropinler
ve testosterondaki düşük düzeylere istinaden
testislerde de aktivite çok düşmekte ve germ hücre proliferasyonu
da minimum düzeylerde kalmaktadır. Kemoterapötik ajanlar
daha çok hücreler proliferasyon safhasındayken etkili oldukları
için bu dönemde germ hücreleri üzerindeki etkilerinin
de çok düşük seviyede olacağı tahmin edilmektedir. Bu teoriye
göre kemoterapi esnasında testislerdeki proliferatif aktiviteyi
düşürmek amacıyla hipotalamus-hipofiz-gonad ekseninin baskılanması,
kemoterapötiklerin germ hücreler üzerindeki sitotoksik
etkilerinin azaltılması veya önlenmesi açısından faydalı
olacaktır. Bununla birlikte sakin dönemde kanser tedavisi gören
çocuklarda daha sonra gonadal hasarların şekillenmesi, bu dönemde testislerdeki aktivitenin gerçekten düşük olup olmadığı
konusunda şüphe uyandırmaktadır. Bu şüphelere istinaden
yapılan çalışmalarda sakin dönemdeki çocuklarda uyku
esnasında bile pulzatil LH sekresyonunun olduğu, maymunlarda
da germ hücre proliferasyonunun bu dönemde devam ettiği
tespit edilmiştir[197]. GnRH analogları, antagonistleri ve steroidlerle
yapılan 7 klinik çalışmadan sadece bir tanesinde bu hormonların
pozitif etkilere sahip olduğunun van der Kaaij ve ark.[101] ile Meistrich[16] tarafından yazılmış derlemelerde bildirilmesi,
sakin dönemde testislerdeki aktivitenin düşük olmadığı
şüphesini destekler mahiyettedir.
Öte yandan deney hayvanlarıyla yapılan çalışmalar, hormonların
koruyuculuğu açısından insan ve primatlardaki çalışmalara
göre daha olumlu sonuçlar sunmaktadır. Örneğin; siklofosfamidin
fare testislerinde meydana getirdiği histopatolojik lezyonların
GnRH analoğu ile[198], sıçan spermatogoniumlarında şekillendirdiği
hasarın ise GnRH antagonisti ve antiandrojenlerle[199] önlenebildiği bildirilmektedir. Benzer şekilde GnRH analoğu
löprorelinin, sıçanlarda doksorubisin[200] ve busulfan[
Spermanın dondururularak saklanması (kriyoprezervasyon)
Sperma kriyoprezervasyon işlemi kemoterapiden önceki herhangi
bir zamanda yapılabilmektedir[15]. Bu amaçla genellikle
iki günlük bir cinsel perhizden sonra hastalardan en az üç
sperma örneği alınır. Eğer hasta normal yolla sperma veremiyorsa
penil vibratör, elektroejakülasyon ya da testiküler sperm
ekstraksiyon (TESE) yöntemleriyle sperma/sperm alınıp dondurulabilmektedir.
Kemoterapiye başlamadan önce hastada
azoospermi şekillenmişse TESE spermatozoon elde edilmesi
için kullanılabilecek en uygun metottur[46]. Spermanın dondurulması
işlemi sperm kalite parametrelerine zarar vermekle[196] beraber insanlarda in vitro fertilizasyon/intrasitoplazmik
sperm enjeksiyonu amacıyla dondurulmuş spermanın
kullanılmasıyla elde edilen fertilizasyon ve gebelik oranlarındaki
başarı oranları taze spermadaki kadar olmasa da tatmin
edicidir[
Germ hücre ve testiküler dokunun kriyoprezervasyonu,
transplantasyon ve in vitro maturasyon
ŞEKİL 9: Testiküler homotransplantasyonun aşamaları [Honaramooz[
Sperma kriyoprezervasyonuna alternatif olan germ hücre kriyoprezervasyon
işlemi kemoterapiden önce hastada hiç sperm
yoksa uygulanmakta olup çok fazla sayıda olgunlaşmamış hücre
testiküler biyopsi veya aspirasyon yöntemleriyle elde edilebilmektedir.
Bu teknikler kemoterapiden sonra yardımcı üreme teknikleri
için taze spermleri toplamak amacıyla da kullanılmaktadır[
İnsanlar için deney aşamasında olan in vitro maturasyon da fertilitenin
korunması açısından kanserli hastalarda alternatif bir yaklaşım
olarak kabul edilmektedir. Spesifik kültürler yardımıyla
hücrelerin in vitro farklılaşması sağlanarak insan germ hücrelerinin
vitro maturasyonunun başarılması için araştırmalar devam
etmektedir. Bu işlemle obstruktif olmayan azoospermili hastaların
spermatogonial germ hücreleri haploid germ hücrelerine kadar
olgunlaştırılabilmektedir[
Antioksidan koruyucular
Tamamlayıcı ve alternatif tıp son zamanlarda gerek sağlıklı gerekse
de hasta insanlar tarafından oldukça yaygın bir şekilde
kullanılmaktadır. Özellikle kanserli hastaların yaklaşık %50’sinin
alternat
Spermanın dondurularak saklanması insanlarla karşılaştırıldığında
hayvanlarda çok uzun yıllardan beri başarılı olarak yapılmakta
ve bu konuyla ilgili sperma üretim merkezleri kaliteli
hayvanlardan alınan spermaları dondurarak tüm dünyaya pazarlamaktadır.
Hayvanlardaki bu önemli gelişmenin asıl sebebi
suni tohumlama (yapay dölleme)’nın insanlara göre uzun yıllardan
beri rutin olarak uygulanması ve elbetteki hayvanların
ekonomik amaçlı kullanılmasından kaynaklanmaktadır.
İnsanlara yönelik sperm bankacılığı, intrasitoplazmik sperm enjeksiyonunun
bulunması gibi yardımcı üreme tekniklerindeki
hızlı gelişmeler, tüm erkeklerin hatta sperm sayısı ve motilitesi çok düşük olanların bile sperması dondurulacak muhtemel
adaylar olarak değerlendirilmesine olanak sağlamaktadır[15,
Çocukluk dönemindeki kanser vakalarının %80’i genellikle tedavi
edilebilmekte, ancak kemoterapinin yan etkilerine bağlı
olarak çocukların 1/3’ü yetişkinlik dönemlerinde infertil veya
şiddetli bir şekilde subfertil kalabilmektedirler. Günümüzde,
pubertal dönemde iken kansere yakalanan her 5000 erkekten
1’inin olgunluk çağında bu tür reprodüktif problemlerle karşı
karşıya kaldığı bildirilmektedir[
Kemoterapötik ilaçların pek çoğu doğrudan olabildiği gibi testis
ve spermada oksidatif strese yol açarak dolaylı yoldan da
erkek üreme sisteminde gonadotoksik hasarlara neden olmaktadır.
Bu ilaçların uygulanması sonucu ROS düzeylerinde artış
ve antioksidanlarda da (GSH, GSH-Px, katalaz, vitamin A, E,
C, çinko, melatonin ve sitokrom C) azalmalar meydana gelmektedir.
Oksidanlar ve antioksidanlardaki dengesizlikler de
testislerin hem steroidogenik hem de spermatogenik fonksiyonlarına
zarar vererek hormonal değişiklikler ile spermlerde
yapısal, fonksiyonel ve genetik bozukluklara neden olmaktadır[28]. Parenteral veya oral yolla alınacak farklı yapı ve özellikteki
antioksidan maddeler yardımıyla ROS düzeyleri azaltılıp, antioksidan aktiviteleri arttırılarak kemoterapötiklerin
erkek üreme sisteminde oluşturduğu muhtemel yan etkiler
azaltılmaya veya tamamen önlenmeye çalışılmaktadır.
Conclusion
Antikanser ilaçların bulunması ve sürekli yeni ilaçların geliştirilmesi şüphesiz kanser hastalarının yaşam süresinin uzamasındaki en etkili faktörlerden biridir. Bununla birlikte bu ajanların üreme sisteminde meydana getirdiği yan etkiler erkeklerin cinsel ve fertil yaşam kalitesini olumsuz bir şekilde etkilemektedir. Bu konuyla ilgili kanserli erkekler ve sağlıklı deney hayvanlarında yapılan sayısız bilimsel çalışmanın sonuçları, özellikle genç erkeklerin gelecekteki fertilite potansiyellerinin ciddi bir tehlike içerisinde olduğunu ne yazık ki çok açık bir şekilde ortaya koymaktadır. Kemoterapötiklerin erkek üreme sistemindeki yan etkilerinin önlenmesine yönelik çeşitli hormon ve antioksidan uygulamalar ile sperma, germ hücre ve testis dokusunun dondurularak saklanması gibi yaklaşımlar deney hayvanlarında başarılı sonuçlar vermiş olsa da günümüz şartlarında kanserli erkeklerde kullanılabilirliği ve koruyuculuğu en yüksek yöntem sperma kriyoprezervasyonu olarak karşımıza çıkmaktadır.Reference
1) Wright NA. Cell proliferation in carcinogenesis. In: The
Cancer Handbook. Editor: MR Alison, Nature Publishing
Group, London. 2002, pp. 114-25.
2) Boerner JL, Biscardi JS, Parsons SJ. Overview of oncogenesis.
The Cancer Handbook. Editor: MR Alison, Nature
Publishing Group, London. 2002, pp. 25-34.
3) Pizzo PA, Poplack DG. Principles and Practice of Pediatric
Oncology. Lippincott: Williams & Wilkins, Philadelphia.
2001.
4) Page R, Takimoto C. Principles of chemotherapy. In:
Cancer Management: A Multidisciplinary Approach
Medical, Surgical & Radiation Oncology. Editors: R Pazdur,
LR Coia, WJ Hoskins, LD Wagman. PRR, New York.
2004. pp. 21-38.
5) Sabanegh ES, Ragheb AM. Male fertility after cancer.
Urology 2009;73:225-31.
6) Demirci U, Benekli M, Büyükberber S, Coşkun U. Late
side effects of cancer therapy. Int J Hematol Oncol
2010;4:250-61.
7) Ragheb AM, Sabanegh ES. Male fertility-implications of
anticancer treatment and strategies to mitigate gonadotoxicity.
Anticancer Agents Med Chem 2010;10:92-102.
8) Sharlip ID, Jarow JP, Belker AM, Lipshultz LI, Sigman M,
Thomas AJ, Schlegel PN, Howards SS, Nehra A, Damewood
MD, Overstreet JW, Sadovsky R. Best practice policies
for male infertility. Fertil Steril 2002;77:873-82.
9) World Health Organization. WHO laboratory manual
for the examination of human semen and semen-cervical
mucus interaction. Cambridge University Press, Cambridge.
1999, pp. 1-86.
10) Bokemeyer C, Schmoll HJ, van Rhee J, Kuczyk M, Schuppert
F, Poliwoda H. Long-term gonadal toxicity after
therapy for hodgkin's and non-hodgkin's lymphoma.
Ann Hematol 1994;68:105-10.
11) Petersen PM, Giwercman A, Skakkebaek NE, Rorth M.
Gonadal function in men with testicular cancer. Semin
Oncol 1998;25:224-33.
12) Schrader M, Müller M, Straub B, Miller K. The impact of
chemotherapy on male fertility: a survey of the biologic,
basis and clinical aspects. Reprod Toxicol 2001;15:611-7.
13) Averette HE, Boike GM, Jarrell MA. Effects of cancer
chemotherapy on gonadal function and reproductive capacity.
CA Cancer J Clin 1990;4:199-209.
14) Meistrich ML. Restoration of spermatogenesis by hormone
treatment after cytotoxic therapy. Acta Paediatr
Suppl 1999;88:19-22.
15) Oktay K, Meirow D. Planning for fertility preservation before
cancer treatment. Sex Reprod Menop 2007;5:17-22.
16) Meistrich ML. Male gonadal toxicity. Pediatr Blood Cancer
2009;53:261-6.
17) Delbes G, Hales BF, Robaire B. Toxicants and human sperm
chromatin integrity. Mol Hum Reprod 2010;16:14-22.
18) Colpi GM, Contalbi GF, Nerva F, Sagone P, Piediferro G.
Testicular function following chemo-radiotherapy. Eur J
Obstet Gynecol Reprod Biol 2004;113(Suppl 1):S2-6.
19) Tempest HG, Ko E, Chan P, Robaire B, Rademaker
A, Martin RH. Sperm aneuploidy frequencies analysed
before and after chemotherapy in testicular cancer
and Hodgkin's lymphoma patients. Hum Reprod
2008;23:251-8.
20) Agarwal A, Sekhon LH. The role of antioxidant therapy
in the treatment of male infertility. Hum Fertil
2010;13:217-25.
21) Ateşşahin A, Karahan İ, Türk G, Gür S, Yılmaz S, Çeribaşı
AO. Protective role of lycopene on cisplatin-induced
changes in sperm characteristics, testicular damage and
oxidative stress in rats. Reprod Toxicol 2006;21:42-7.
22) Ateşşahin A, Şahna E, Türk G, Çeribaşı AO, Yılmaz S,
Yüce A, Bulmuş Ö. Chemoprotective effect of melatonin
against cisplatin-induced testicular toxicity in rats. J Pineal
Res 2006;41:21-7.
23) Ateşşahin A, Türk G, Karahan İ, Yılmaz S, Çeribaşı AO,
Bulmuş Ö. Lycopene prevents adriamycin-induced testicular
toxicity in rats. Fertil Steril 2006;85(Suppl 1):1216-22.
24) Muslimovic A, Nyström S, Gao Y, Hammarsten O. Numerical
Analysis of Etoposide Induced DNA Breaks.
PLoS One 2009;4:e5859.
25) Padmanabhan S, Tripathi DN, Vikram A, Ramarao P,
Jena GB. Methotrexate-induced cytotoxicity and genotoxicity
in germ cells of mice: intervention of folic and
folinic acid. Mutat Res 2009;673:43-52.
26) Türk G, Çeribaşı AO, Sakin F, Sönmez M, Ateşşahin A.
Antiperoxidative and anti-apoptotic effects of lycopene
and ellagic acid on cyclophosphamide induced testicular
lipid peroxidation and apoptosis. Reprod Fertil Dev
2010;22:587-96.
27) Türk G, Çeribaşı AO, Şahna E, Ateşşahin A. Lycopene
and ellagic acid prevent testicular apoptosis induced by
cisplatin. Phytomedicine 2011;18:356-61.
28) Aitken RJ, Roman SD. Antioxidant systems and oxidative
stress in the testes. Oxid Med Cell Longev
2008;1:15-24.
29) Hess RA, de Franca LR. Spermatogenesis and cycle of
the seminiferous epithelium. In: Molecular Mechanisms
in Spermatogenesis. Editor: CY Cheng. Adv Exp Med
Biol (Book Series) 2008;636:1-15.
30) Codrington AM, Hales BF, Robaire B. Exposure of male
rats to cyclophosphamide alters the chromatin structure
and basic proteome in spermatozoa. Hum Reprod
2007;22:1431-42.
31) Codrington AM, Hales BF, Robaire B. Chronic cyclophosphamide
exposure alters the profile of rat sperm
nuclear matrix proteins. Biol Reprod 2007;77:303-11.
32) Türk G, Aksu EH, Bozkurt T. Spermatozoon DNA'sı
hasarı. FÜ Sağlık Bil Vet Derg 2006;20:85-95.
33) Tremellen K. Oxidative stress and male infertility-a clinical
perspective. Hum Reprod Update 2008;14:243-58.
34) Johnson GD, Lalancette C, Linnemann AK, Leduc F,
Boissonneault G, Krawetz SA. The sperm nucleus: chromatin,
RNA, and the nuclear matrix. Reproduction
2011;141:21-36.
35) O'Flaherty C, Hales BF, Chan P, Robaire B. Impact of
chemotherapeutics and advanced testicular cancer or
hodgkin lymphoma on sperm deoxyribonucleic acid integrity.
Fertil Steril 2010;94:1374-9.
36) Grenier L, Robaire B, Hales BF. Paternal exposure to cyclophosphamide
affects the progression of sperm chromatin
decondensation and activates a DNA damage
response in the prepronuclear rat zygote. Biol Reprod
2010;83:195-204.
37) Agarwal A, Cocuzza M, Abdelrazik H, Sharma RK.
Oxidative stress measurement in patients with male or
female factor infertility. In: Handbook of Chemiluminescent
Methods in Oxidative Stress Assessment. Editors: I
Popov, G Lewin. Transworld Research Network, Kerala-
India. 2008. pp. 195-218.
38) Ford WCL. Regulation of sperm function by reactive
oxygen species. Hum Reprod Update 2004;10:387-99.
39) Sanocka D, Kurpisz M. Reactive oxygen species and
sperm cells. Reprod Biol Endocrinol 2004;2:12, (1-7).
40) Kothari S, Thompson A, Agarwal A, du Plessis SS. Free
radicals: their beneficial and detrimental effects on
sperm function. Indian J Exp Biol 2010;48:425-35.
41) Donya SM, Aly FA, Abo-Zeid MAM. Antigenotoxic efficacy
of some vitamins against the mutagenicity induced
by ifosfamide in mice. Nature Sci 2010;8:55-66.
42) Ghasemi FM, Faghani M, Khajehjahromi S, Bahadori
M, Nasiri EE, Hemadi M. Effect of melatonin on proliferative
activity and apoptosis in spermatogenic cells
in mouse under chemotherapy. J Reprod Contracept
2010;21:79-94.
43) Alam SS, Hafiz NA, El-Rahim AHA. Protective role of
taurine against genotoxic damage in mice treated with
methotrexate and tamoxfine. Environ Toxicol Pharmacol
2011;31:143-52.
44) Dejaco C, Mittermaier C, Reinisch W, Gasche C, Waldhoer
T, Strohmer H, Moser G. Azathioprine treatment
and male fertility in inflammatory bowel disease. Gastroenterology
2001;121:1048-53.
45) Damani MN, Masters V, Meng MV, Burgess C, Turek P,
Oates RD. Postchemotherapy ejaculatory azoospermia:
fatherhood with sperm from testis tissue with intracytoplasmic
sperm injection. J Clin Oncol 2002;20:930-6.
46) Sakamoto H, Oohta M, Inoue K, Fuji K, Fukagai T, Yoshida
H. Testicular sperm extraction in patients with persistent
azoospermia after chemotherapy for testicular germ
cell tumor. Int J Urol 2007;14:167-70.
47) Fossa SD, Magelssen H. Fertility and reproduction after
chemotherapy of adult cancer patients: malignant lymphoma
and testicular cancer. Ann Oncol 2004;15(Suppl
4): iv259-65.
48) Chatterjee R, Haines GA, Perera DM, Goldstone A, Morris
ID. Testicular and sperm DNA damage after treatment
with fludarabine for chronic lymphocytic leukaemia.
Hum Reprod 2000;15:762-6.
49) Chatzidarellis E, Makrilia N, Giza L, Georgiadis E, Alamara
C, Syrigos KN. Effects of taxane-based chemotherapy
on inhibin B and gonadotropins as biomarkers of
spermatogenesis. Fertil Steril 2010;94:558-63.
50) Norgard B, Pedersen L, Jacobsen J, Rasmussen SN, Sorensen
HT. The risk of congenital abnormalities in children
fathered by men treated with azathioprine or mercaptopurine
before conception. Aliment Pharmacol Ther
2004;19:679-85.
51) Shamberger RC, Rosenberg SA, Seipp CA, Sherins RJ. Effects
of high-dose methotrexate and vincristine on ovarian
and testicular functions in patients undergoing postoperative
adjuvant treatment of osteosarcoma. Cancer
Treat Rep 1981;65:739-46.
52) Grunnet E, Nyfors A, Hansen KB. Studies on human
semen in topical corticosteroid-treated and
in methotrexate-treated psoriatics. Dermatologica
1977;154:78-84.
53) French AE, Koren G, Team M. Effect of methotrexate on
male fertility. Can Fam Physician 2003;49:577-8.
54) Meistrich ML, Chawla SP, da Cunha MF, Johnson SL,
Plager C, Papadopoulos NE, Lipshultz LI, Benjamin RS.
Recovery of sperm production after chemotherapy for
osteosarcoma. Cancer 1989;63:2115-23.
55) Thomson AB, Campbell AJ, Irvine DC, Anderson RA,
Kelnar CJ, Wallace WH. Semen quality and spermatozoal
DNA integrity in survivors of childhood cancer: a
case-control study. Lancet 2002;360:361-7.
56) Doerksen T, Trasler JM. Developmental exposure of
male germ cells to 5-azacytidine results in abnormal
preimplantation development in rats. Biol Reprod
1996;55:1155-62.
57) Karawya FS, El-Nahas AF. The protective effect of vitamin
C on azathioprine induced seminiferous tubular
structural changes and cytogenetic toxicity in albino rats.
Cancer Ther 2006;4:125-34.
58) Elelaimy IA, Elfiky SA, Hassan AM, Ibrahim HM, Elsayad
RI. Genotoxicity of anticancer drug azathioprine
(Imuran): role of omega-3 (ω-3) oil as protective agent. J
Appl Pharmaceut Sci 2012;2:14-23.
59) D'Souza Urban JA, Narayana K. Induction of seminiferous
tubular atrophy by single dose of 5- fluorouracil
(5-FU) in wistar rats. Indian J Physiol Pharmacol
2001;45:87-94.
60) D'Souza Urban JA. Toxic effects of 5-fluorouracil
on sperm count in wistar rats. Malaysian J Med Sci
2003;10:43-45.
61) Takizawa S, Horii I. Endocrinological assessment of toxic
effects on the male reproductive system in rats treated
with 5-fluorouracil for 2 or 4 weeks. J Toxicol Sci 2002;27:
49-56.
62) Mohammed BMA, Kheravii SKQ. Evaluation of genotoxic
potential of Hypericum triquetrifolium extract in
somatic and germ cells of male albino mice. Res Opin
Anim Vet Sci 2011;1:231-9.
63) Generoso WM, Preston RJ, Brewen JG. 6-Mercaptopurine,
an inducer of cytogenetic and dominant-lethal effects
in premeiotic and early meiotic germ cells of male
mice. Mutat Res 1975;28:437-47.
64) Russell LB, Hunsicker PR. Study of the base analog
6-mercaptopurine in the mouse specific-locus test. Mutat
Res 1987;176:47-52.
65) Karl PI, Katz R, Daum F, Fisher SE. 6-mercaptopurine
and spermatogenesis in the young rat. Dig Dis Sci
1991;36:1569-73.
66) Ligumsky M, Badaan S, Lewis H, Meirow D. Effects
of 6-mercaptopurine treatment on sperm production and
reproductive performance: a study in male mice. Scand J
Gastroenterol 2005;40:444-9.
67) Meistrich ML, Finch M, da Cunha MF, Hacker U, Au
WW. Damaging effects of fourteen chemotherapeutic
drugs on mouse testis cells. Cancer Res 1982;42:122-31.
68) Johnson FE, Farr SA, Mawad M, Woo YCS. Testicular
cytotoxicity of intravenous methotrexate in rats. J Surg
Oncol 1994;55:175-8.
69) Serati Nouri H, Azarmi YA, Movahedin M. Effect of
growth hormone on testicular dysfunction induced by
methotrexate in rats. Andrologia 2009;41:105-10.
70) Vardı N, Parlakpınar H, Ateş B, Otlu A. Metotreksatın
neden olduğu testiküler hasara karşı klorogenik asidin
koruyucu etkileri. Türkiye Klinikleri J Med Sci
2010;30:507-13.
71) Işık A, Işılay L, Erdemli EA, Akbay C, Anafarta K. Sıçan
testisinde metotreksat'ın ışık ve elektron mikroskop
düzeyinde etkileri. Ank Ünv Tıp Fak Mec 1997;50:125-9.
72) Saxena AK, Dhungel S, Bhattacharya S, Jha CB, Srivastava
AK. Effect of chronic low dose of methotrexate
on cellular proliferation during spermatogenesis in rats.
Arch Androl 2004;50:33-5.
73) Palo AK, Choudhury RC. Modulation of methotrexateinduced
cytogenotoxicity in mouse spermatogonia and
its transmission in the male germline by caffeine. Environ
Toxicol Pharmacol 2006;21:254-9.
74) Padmanabhan S, Tripathi DN, Vikram A, Ramarao
P, Jena GB. Cytotoxic and genotoxic effects of methotrexate
in germ cells of male swiss mice. Mutat Res
2008;655:59-67.
75) Sparreboom A, Nooter K, Verweij J. Mechanisms of action
of cancer chemotherapeutic agents: antitumour antibiotics.
In: The Cancer Handbook. Editor: MR Alison.
Nature Publishing Group, London. 2002. pp. 1333-46.
76) Lemez P. Cryopreservation of sperm from patients with
leukemia. Cancer 1999;86:2184-5.
77) Spermon JR, Ramos L, Wetzels AM, Sweep CG, Braat
DD, Kiemeney LA, Witjes JA. Sperm integrity pre- and
post-chemotherapy in men with testicular germ cell cancer.
Hum Reprod 2006;21:1781-6.
78) Martin RH, Ernst S, Rademaker A, Barclay L, Ko E, Summers
N. Analysis of sperm chromosome complements
before, during, and after chemotherapy. Cancer Genet
Cytogenet 1999;108:133-6.
79) Aly FA, Donya SM, Abo-Zeid MAM. The protective role
of folic acid, vitamin B12 and vitamin C on the mutagenicity
of the anticancer drug daunorubicin. Researcher
2009;1:16-26.
80) Saalu LC, Enye LA, Osinubi AA. An assessment of the
histomorphometric evidences of doxorubicin-induced
testicular cytotoxicity in wistar rats. Int J Med Medic Sci
2009;1:370-4.
81) Xin Y-F, You Z-Q, Gao H-Y, Zhou G-L, Chen Y-X, Yu J,
Xuan YX. Protective effect of Lycium barbarum polysaccharides
against doxorubicin-induced testicular toxicity
in rats. Phytother Res 2012;26:716-21.
82) Trivedi PP, Kushwaha S, Tripathi DN, Jena GB. Evaluation
of male germ cell toxicity in rats: correlation between
sperm head morphology and sperm comet assay.
Mutat Res 2010;703:115-21.
83) Yeh Y-C, Liu T-J, Wang L-C, Lee H-W, Ting C-T, Lee
W-L, Hung CJ, Wang KY, Lai HC, Lai HC. A standardized
sxtract of Ginkgo biloba suppresses doxorubicin-induced
oxidative stress and p53-mediated mitochondrial
apoptosis in rat testes. Br J Pharmacol 2009;156:48-61.
84) Das J, Ghosh J, Manna P, Sil PS. Taurine protects rat testes
against doxorubicin-induced oxidative stress ss well
ss p53, Fas and caspase 12-mediated apoptosis. Amino
Acids 2012;42:1839-55.
85) Çeribaşı AO, Sakin F, Türk G, Sönmez M, Ateşşahin A.
Impact of ellagic acid on adriamycin-induced testicular
histopathological lesions, apoptosis, lipid peroxidation
and sperm damages. Exp Toxicol Pathol 2012;64:717-24.
86) Zanetti RS, Maldonado EN, Aveldano MI. Doxorubicin
affects testicular lipids with long-chain (C18-C22) and
very long-chain (C24-C32) polyunsaturated fatty acids.
Cancer Res 2007;67:6973-80.
87) Takahashi H, Tainaka H, Umezawa M, Tkeda K, Tanaka
H, Nishimune Y, Oshio S. Evaluation of testicular toxicology
doxorubicin based on microarray analysis of testicular
specific gene expression. J Toxicol Sci 2011;36:559-67.
88) Sato K, Sueoka K, Tanigaki R, Tajima H, Nakabayashi
A, Yoshimura Y, Hosoi Y. Green tea extracts attenuate
doxorubicin-induced spermatogenic disorders in conjunction
with higher telomerase activity in mice. J Assist
Reprod Genet 2010;27:501-8.
89) Caneguim BH, Serpeloni JM, Maciel MAM, de Syllos
Colus IM, de Fatima Paccola Mesquita S. Reduction of
DNA-damage by croton cajucara methanolic extract but
not the testicular alterations induced by doxorubicin. J
Med Plants Res 2011;5:3277-85.
90) Tohamy AA, El-Ghor AA, El-Nahas SM, Noshy MM.
β-glucan inhibits the genotoxicity of cyclophosphamide,
adriamycin and cisplatin. Mutat Res 2003;541:45-53.
91) Yeh Y-C, Lai H-C, Ting C-T, Lee W-L, Wang L-C, Wang
K-Y, Lai H-C, Liu T-J. Protection by doxycycline against
doxorubicin-induced oxidative stress and apoptosis in
mouse testes. Biochem Pharmacol 2007;74:969-80.
92) Geng J, Fan J, Jiang H-W, Fang Z-J, Wang X, Sun J-L,
Ding Q, Chen G. Elevated serum soluble Fas ligand is a
promising marker of testicular toxicity induced by epirubicin
in rats. Toxicol Lett 2009;186:96-103.
93) Arrebola DFA, Novoa AV, Fernandez LAR, Roche
LD. Comparison of the sprague dawley rats response
against cyclophosphamide and bleomycin in
the head sperm morphology assay. Ars Pharmaceut
2010;51:155-62.
94) Hansen PV, Sorensen D. Effect of vincristine or bleomycin
on radiation-induced cell killing of mice spermatogonial
stem cells: the importance of sequence and time
interval. Int J Radiat Oncol Biol Phys 1991;20:339-41.
95) Yongguang G, Xuliang L, Guanghui W, et al. Influence
of vincristine and dactinomycin on spermatogenetic
cells of testes in juvenile rats. Chinese J Pediatr Surg
2002;23:454-7.
96) Siddik ZH. Mechanisms of cancer chemotherapeutic
agents: DNA-interactive alkylating agents and antitumour
platinum-based drugs. In: The Cancer Handbook.
Editor: MR Alison. Nature Publishing Group, London.
2002. pp. 1295-313.
97) Marmor D, Grob-Menendez F, Duyck F, Delafontaine D.
Very late return of spermatogenesis after chlorambucil
therapy: case reports. Fertil Steril 1992;58:845-6.
98) Guesry MDP, Lenoir MDG, Broyer MDM. Gonadal effects
of chlorambucil given to prepubertal and pubertal
boys for nephrotic syndrome. J Pediatr 1978;92:299-
99) Callis MDL, Nieto J, Vila A, Rende J. Chlorambucil
treatment in minimal lesion nephrotic syndrome:
A reappraisal of its gonadal toxicity. J Pediatr
1980;97:653-6.
100) Williams D, Crofton PM, Levitt G. Does ifosfamide affect
gonadal function? Pediatr Blood Cancer 2008;50:347-51.
101) van der Kaaij MAE, van Echten-Arends J, Simons
AHM, Kluin-Nelemans HC. Fertility preservation after
chemotherapy for Hodgkin lymphoma. Hematol Oncol
2010;28:168-79.
102) Levy MJ, Stillman RJ. Reproductive potential in survivors
of childhood malignancy. Pediatrician 1991;18:61-70.
103) Aslam I, Fishel S, Moore H, Dowell K, Thornton S. Fertility
preservation of boys undergoing anti-cancer therapy:
a review of the existing situation and prospects for the
future. Hum Reprod 2000;15:2154-9.
104) Kenney LB, Laufer MR, Grant FD, Grier H, Diller L. High
risk of infertility and long term gonadal damage in males
treated with high dose cyclophosphamide for sarcoma
during childhood. Cancer 2001;91:613-21.
105) Meistrich ML, Wilson G, Brown BW, da Cunha MF, Lipshultz
LI. Impact of cyclophosphamide on long-term reduction
in sperm count in men treated with combination
chemotherapy for Ewing and soft tissue sarcomas. Cancer
1992;70:2703-12.
106) Socie G, Salooja N, Cohen A, Rovelli A, Carreras E, Locasciulli
A, Korthof E, Weis J, Levy V, Tichelli A; Late
Effects Working Party of the European Study Group for
Blood and Marrow Transplantation. Nonmalignant late
effects after allogeneic stem cell transplantation. Blood
2003;101:3373-85.
107) Ahmed SR, Shalet SM, Campbell RHA, Deakin DP. Primary
gonadal damage following treatment of brain tumors
in childhood. J Pediatr 1983;103:562-65.
108) Reiter WJ, Kratzik C, Brodowicz T, Haitel A, Pokorny A,
Zielinski CC, Marberger M. Sperm analysis and serum
follicle-stimulating hormone levels before and after adjuvant
single-agent carboplatin therapy for clinical stage
I seminoma. Urology 1998;52:117-9.
109) Ishikawa T, Kamidono S, Fujisawa M. Fertility after
high-dose chemotherapy for testicular cancer. Urology
2004;63:137-40.
110) De Mas P, Daudin M, Vincent MC, Bourrouillou G,
Calvas P, Mieusset R, Bujan L. Increased aneuploidy in
spermatozoa from testicular tumour patients after chemotherapy
with cisplatin, etoposide and bleomycin. Hum
Reprod 2001;16:1204-8.
111) Martin RH, Ernst S, Rademaker A, Barclay L, Ko E, Summers
N. Analysis of human sperm karyotypes in testicular
cancer patients before and after chemotherapy. Cytogenet
Cell Genet 1997;78:120-3.
112) Gerl A, Mühlbayer D, Hansmann G, Mraz W, Hiddemann
W. The impact of chemotherapy on Leydig cell
function in long term survivors of germ cell tumors.
Cancer 2001;91:1297-303.
113) Sanders JE, Hawley J, Levy W, Gooley T, Buckner CD,
Deeg HJ, Doney K, Storb R, Sullivan K, Witherspoon R,
Appelbaum FR. Pregnancies following high-dose cyclophosphamide
with or without high-dose busulfan or
total-body irradiation and bone marrow transplantation.
Blood 1996;87:3045-52.
114) Generoso WM, Witt KL, Cain KT, Hughes L, Cacheiro
NLA, Lockhart AMC, Shelby MD. Dominant lethal and
heritable translocation tests with chlorambucil and melphalan
in male mice. Mutat Res 1995;345:167-80.
115) Barnett LB, Lewis SE. Chlornaphazine and chlorambucil
induce dominant lethal mutations in male mice. Mutat
Res 2003;543:145-54.
116) Ypsilantis P, Papaioannou N, Psalla D, Politou M, Simopoulos
C. Effects of single dose administration of ifosfamide
on testes and semen characteristics in the rabbit.
Reprod Toxicol 2003;17:237-45.
117) Donya SM, Aly FA, Abo-Zeid MAM. The protective role
of folic acid, vitamin B12 and vitamin C on the mutagenicity
of the anticancer drug ifosfamide. J Genet Engineer
Biotechnol 2009;7:41-50.
118) Russell LB, Hunsicker PR, Cacheiro NL, Rinchik EM. Genetic,
cytogenetic, and molecular analyses of mutations
induced by melphalan demonstrate high frequencies of
heritable deletions and other rearrangements from exposure
of postspermatogonial stages of the mouse. Proc
Natl Acad Sci USA 1992;89:6182-6.
119) Cordelli E, Fresegna AM, D'Alessio A, Eleuteri P, Spano
M, Pacchierotti F, Villani P. ReProComet: a new in vitro
method to assess DNA damage in mammalian sperm.
Toxicol Sci 2007;99:545-52.
120) Goldstein LS. Dominant lethal mutations induced in
mouse spermatogonia by mechlorethamine, procarbazine
and vincristine administered in 2-drug and
3-drug combinations. Mutat Res 1987;191:171-6.